Preparacion de medios de cultivo para muestra de garganta

Esta practica se empezó esterilizando material, se lavaron antes cajas de petril, ya bien lavadas se envolvieron con papel estraza y se llevo a la autoclave a 15 libras de presión, durante 15 minutos en 121 C.

En lo que se esterilizaba se empezaron a hacer los agares para medio de cultivo, los agares fueron; (Mac conkey, Sal y manitol, Azul de metileno y Sangre)
ya hechos los agares se espero para que se melificaran dentro de 30 minutos; ya gelificados se llevaron a la autoclave a 15 libras de presión durante 15 minutos en 121 C. Ya que esta bien esterilizado todo el material y los agares, se colocan dos mecheros fisher en la zona de trabajo y también se limpio con alcohol y benzal, ya hecho eso se pusieron las cajas de petril ya esterilizadas para vaciar el agar, se empezó por el agar Sal y manitol, luego se vació el agar Mac conkey, después de este se vació el agar Azul de metileno y por ultimo a el agar sangre se añidio 5 mililitros de sangre a temperatura corporal ( 34 - 36 grados C.) ya hecho esto se vació a la caja de petril, ya vaciados todos los agares, se quitaron burbujas en los agares con los mecheros fisher.
a las cajas de petril ya hecho estos procedimientos séle coloco su tapa semi serrada esperando a que séle fueran los vapores para que no se empañaran las tapas y hubiera contaminación; una vez ya gelificados los agares se sierran completa mente para empezar con otro procedimiento.
Se tomo una muestra de garganta con un hisopo haciendo un frotis, se empezó a colocar la muestra en una orilla de cada uno de los agares, ya hecho esto se tomo un Haza y se esterilizo con un mechero fisher al rojo vivo y se introdujo por una horilla de un agar cualquiera se coloco ya estéril el Haza en donde se encontraba el deposito y se empezó a regar y así en todos los agares.
ya bien regados como se debe se cierran las cajas de petri para esperar después de 24 horas haber si hubo crecimiento.
Después de 24 horas se vio en el agar Mac Conkey que no avía crecimiento de ningún tipo, en el agar Sal y manito se vio que avía un crecimiento pero se sospechaba de un hongo que este no se esperaba ver en este medio, en el agar azul de metileno se vio que ya había crecimiento de bacterias pero no se identificaba que era, en el agar sangre también hubo crecimiento ya que en el créese todo tipo de bacteria.
Después que paso 48 horas en el agar Mac Conkey no hubo crecimiento ya que en el solo crecen bacterias Gram. -, en el agar Sal y Manitol se vio todavía mas crecimientos pero descubrimos que no eran hongos eran bacilos ay auque el medio no sirvió, en el agar azul de metileno se vio todavía mas crecimiento de bacterias y en el agar sangre se veían los bacilos ya mas grandes y también tenían hongos y otras bacterias.
Ya como se vio esto se tomo de cada agar una muestra para verla en el microscopio y se hicieron pruebas.

Como tincion gram. Entre otras.

tinciòn gram

Práctica de laboratorio.COLORACION DE GRAM Y ZN MECANISMO DE COLORACIÓN Y DIFERENCIACIÓN
La coloración de Gram fue descubierta hace algo mas de 100 años por Hans Chistian Gram, se usa principalmente para el examen microscópico directo de muestras y de subcultivos.
El cristal violeta (violeta de genciana) sirve como colorante primario, y se une a la pared celular bacteriana luego de un tratamiento con una solución débil de yodo que sirve como mordiente para la unión del colorante.
Algunas especies de bacterias, debido a la naturaleza química de sus paredes celulares, tiene la capacidad de retener el cristal violeta incluso después de un tratamiento con un decolorante orgánico, como por ejemplo una mezcla en partes iguales de alcohol etílico al 95% y acetona.
Las bacterias que retienen el colorante se ven negroazuladas cuando se observan al microscopio, y se denominan entonces grampositivas.
Algunas bacterias pierden la coloración primaria con cristal violeta cuando son tratadas con el colorante, presumiblemente debido al alto contenido de lípidos de su pared celular.
Estas bacterias decoloradas toman el colorante de contraste, la safranina, y se ven rojas cuando se observan al microscopio, denominándose gramnegativas.
La visualización de ciertos bacilos gramnegativos delicados puede ser mejorada adicionando carbolfucsina a la sapronina del colorante de contraste.
INTERPRETACIÓN Las aplicaciones mas comunes de la coloración de Gram han sido reseñadas por Friedly:
La presencia de cocos grampositivos agrupados sugiere estafilococos;
En cadenas sugiere estreptococos.
Los diplococos grampositivos en forma de lanceta, particularmente cuando se observan extendidos realizados a partir de muestras de esputo, son característicos de Streptococcus pneumoniae.
Los diplocococs gramnegativos con forma de riñón son característicos de especies de Neiseria. Los grampositivos grandes sugieren especies de Bacillus o Clostrudium.
Los bacilos grampositivos pequeños sugieren especies de Listeria o de una de las corineiformes (difteroides) si se observan disposiciones en forma de letras chinas.
Los bastones gramnegativos curvos en muestras de materia fecal sugieren las presencia de especies de Vibrio o, si también se ven formas de tirabuzón, de Campylobacter.
Los bacilos gramnegtivos son las bacterias mas comúnmente halladas en los laboratorios clínicos, e incluyen a Enterobacteriaceae, bacilos no fermentadores, especies de Haemophilus y diversas especies delicadas.
DIFERENCIAS ENTRE BACTERIAS GRAMPOSITIVAS Y GRAMNEGATIVAS
La diferencia principal entre estos dos grupos consiste en que la pared celular de las bacterias grampositivas está constituida por 50 a 90% de mucopéptidos, mientras que la fracción de éstos en las bacterias gramnegativas es de solo 5 a 10%; estas últimas tienen una gruesa capa externa formada por un complejo de fosfolípidos, polisacáridos y proteínas. En la pared de las bacterias grampositivas, pero no en las gramnegativas, se presentan polímeros de glicerol-fosfato o de ribitol-fosfato, los cuales se conocen como ácidos teicoicos.
OTRAS OBSERVACIONES La coloración de Gram también puede ser utilizada para identificar formas no bacterianas, como las tricomonas, larvas estrongiloides, los quistes de Pneumocystis carinii y los trofozoitos de Toxoplasma gondii, si bien no es tan sensitiva como otras tinciones específicas utilizadas para la visualización de estos parásitos. Estas aplicaciones variadas demuestran la versatilidad de la coloración de Gram .
MATERIAL BIOLOGICO
Muestra biológica
EQUIPO: Mechero, Microscopio óptico, Platina caliente, Portaobjetos, Guantes, Cubrebocas, Hisopos, Frascos goteros.
SUSTANCIAS: Colorante cristal violeta, Colorante de safranina, Aceite de inmersión, Lugol, Alcohol etílico absoluto, Colorante carbolfucsina, Colorante azul de metileno, Solución de alcohol-acetona, Solución de alcohol ácido.
TÉCNICA:
Hacer un extendido delgado del material para estudio, y permitir que se seque al aire.
Fijar el material al portaobjetos, pasándolo tres o cuatro veces a través de la llama de un mechero de bunsen, de modo que el material no se lave durante el procedimiento de tinción. Se recomienda el uso de alcohol para fijar el material a ser teñido con Gram (cubrir el extendido con metanol o etanol por unos pocos minutos).
Colocar el extendido en una bandeja para teñido, y cubrir la superficie con una solución de cristal-violeta.
Después de un minuto (con algunas soluciones puede emplearse menos tiempo) de exposición al colorante de cristal violeta, lavar minuciosamente con agua destilada o buffer.
Cubrir el extendido con la solución de yodo para Gram durante 1 minuto. Lavar nuevamente con agua.
Sostener el extendido entre el pulgar y el índice, y cubrir la superficie con unas pocas gotas del decolorante alcohol-acetona, hasta que no se arrastre mas violeta. Esto lleva usualmente 10 segundos o menos.
Lavar con agua corriente y volver a ubicar el extendido sobre la bandeja de tinción. Colocar sobre la superficie safranina de contraste durante un minuto. Lavar con agua corriente.
Ubicar el extendido en posición vertical en una bandeja de tinción, permitiendo que se escurra el exceso de agua y el extendido se seque.
Examinar el extendido bajo un objetivo de inmersión x 100(aceite).
Las bacterias grampositivas se tiñen de azul obscuro; las gramnegativas aparecen rosa pálidas. COLORACIÓN ALCOHOL-ACIDO-RESITENTES Las micobacterias están cubiertas por un material grueso, ceroso, que resiste la tinción; no obstante, un vez que se tiñen las paredes celulares bacterianas resisten la decoloración por solventes orgánicos fuertes, como el alcohol ácido, debido a que la carbulfucsina se une al ácido micólico de la pared celular micobacteriana. Consecuentemente, dichas bacterias son conocidas como resistentes al ácido, un fenómeno descubierto en 1881 por Ziehl y Neelsen. Se requiere un tratamiento especial para que el colorante primario, la carbolfusina, penetre en el material ceroso de los bacilos resistentes al ácido. En la técnica convencional de Ziehl-Neelsen se utiliza calor. Una vez que la carbolfucsina se deposita en al superficie del extendido a teñir, se pasa por debajo del portaobjetos, hacia atrás y hacia delante, la flama de un mechero de bunsen. El calentamiento del extendido prosigue hasta el desprendimiento de vapores, y se detiene poco antes de la ebullición. La modificación de Kinyoun a la técnica de alcohol-ácido se denomina “método frío” porque utiliza un detergente tensoactivo como el tergitol, en lugar de tratamiento con calor. Con cualquiere de estas tinciones, los bacilos resitentes al ácido se ven rojos contra un fondo verde o azul, lo que depende del colorante de contraste. Si bien este método es satisfactorio para la mayoría de las micobacterias, algunas cepas de bacterias alcohol-acido débiles de espcies de crecimiento rápido (complejo Mycobacterium fortuitum/chelonae) se tiñen mejor con el método de Ziehl-Neelsen.

Tipo de muestra?

R=humeda (saliva)

Característica de la muestra?

R=viscosa.

DESCRIBA LAS OBSERVACIONES MICROSCÓPICAS DEL FROTIS TEÑIDO CON GRAM.

bueno las obvervaciones de mi equipo y yo fueron que efectivamente se pueden ver las bacterias teñinas, tambien pudimos ver lo que son basilos, cocos, diplococos, estreptococos.

Escriba tres diferencias estructurales entre bacterias grampositivas y gramnegativas

Las becterias G+ a diferencia de las G- tienen pared celular gruesa q, ademas de darles rigidez y protegerla de las fuerzas osmoticas les confiere color violeta al realizarles la tincion de gram (de ahi el nombre!). esta pared celular gruesa esta formada principalmente por peptidoglicano, ademas posee proteinas asociadas y polisacaridos como el ac. teicoico y proteina M de los Streptococcus del grupo A. Ademas, las G-, tienen por fuera del la membrana plasmatica dos capas de envoltura laxa, la membrana externa y una zona donde esta el escaso peptidoglicano, el periplasma. es en esta membrana externa donde se encuentra el lipopolisacarido, con propiedades de endotoxina, altamente antigenico e importante en el shock distributivo.Entonces, desde el ext hacia el int:G+: pared cel gruesa, mambrana plasmatica. G-:membrana externa(lps, proteinas y fl)periplasma, y membrana plasmatica. tambien te puedo decir q las G + (BACILOS) son las q forman esporas q es una forma les confiere capacidad para resistir condiciones del medio ambiente q de lo contrario la matarian. Espero que les sirva!


DESCRIBA LAS OBSERVACIONES MICROSCÓPICAS DEL FROTIS TEÑIDO CON ZIEHL NEELSEN

pues que los cocos se tiñeron de rojo y los bacilos de color morado.


DIBUJE LAS OBSERVACIONES REALIZADAS, ESPECIFICANDO LOS ELEMENTOS
MICROSCOPICOS IDENTIFICADOS (CÉLULAS, MICROORGANISMOS, ETC.) OBSERVACIÓN: DEBE GUARDAR LA PROPORCION EN TAMAÑO.